第二章 药物体内代谢与药物相互作用

人或其他哺乳动物在生活中会有意或无意地接触到成千上万的化学物质、药物和环境中的污染物质。幸运的是，动物机体在进化过程中形成了快速消除这些外源性物质的体系，最大限度地减少这些物质蓄积对机体的损害。人类对药物的代谢和清除也是依靠这个自然的系统，与机体对不同食物成分进行代谢和转运的系统一样的。事实上，植物是最常见的外源化合物的来源：染料类和毒素类（被称为植物抗毒素）。它们可以保护植物不被动物捕食，如毒蘑菇产生各种毒素（如鹅膏蕈碱、鹿花蕈素、奥来毒素、毒蕈碱、鹅膏蕈氨酸、蝇蕈醇、裸盖菇素、鬼伞素等）能导致哺乳动物死亡。所以，动物必须能够代谢和消除这些有毒成分才能食用这些植物。

药物也是重要的外源物质。有些药物本身就来源于植物中的化学成分，如使用上千年的中药，因此也需要机体大量地代谢。由于动物所接触或食用的植物不同，在进化过程中对不同的外源性物质的代谢能力也不同，所以动物模型有时候不能用来准确预测人类对药物的代谢情况。动物体内也会产生内源性有毒物质（如胆红素、甾体激素和儿茶酚胺类），这些成分蓄积后会对组织器官产生危害，也需要经由代谢酶解毒和排泄。

目前来看，人类能够接触到的外源性物质包括环境污染物、食物添加剂、化妆品、农药、炮制食物和药品。一般来说，多数外源性物质是脂溶性的，如果不经过代谢，就不能有效地排出体外，会在脂肪组织中蓄积导致中毒。除个例外，脂溶性的外源性物质一般需要经过Ⅰ相氧化酶和Ⅱ相结合酶的处置，转化为更具水溶性的物质，才可以从尿液或胆汁中排泄出去。

从药物设计的角度来看，为了让药物能够穿越细胞进入作用靶点，药物最好具有沿浓度梯度进入细胞内的物理性质，所以许多药物是疏水性的，能够穿越细胞的脂质双分子层，与靶受体或靶蛋白产生药理作用。但是，这种疏水性使得药物很容易在脂肪和脂质双分子层中蓄积，难以消除。因此，要依赖代谢酶将这些疏水性药物进行水溶性的转化，包括：①脱掉脂溶性的烷基（如甲基，乙基）；②增加亲水性的羟基；③水解酯键为羧酸；④增加亲水性的基团，如葡糖醛酸、硫酸、甘氨酸、谷胱甘肽等。最终的代谢结果就是增加药物的水溶性，便于药物及其代谢物通过水溶性的组织间隙汇总到胆汁或尿液中，被清除出去。当然，有些外排过程需要依赖外排转运蛋白的帮助。

例如，治疗癫痫的药物苯妥英是极难溶于水的，体内需要经过CYP-450酶催化苯妥英4-羟基化，然后4-羟基苯妥英成为UGT催化UDP-GA转移的底物，形成苯妥英葡糖醛苷，最终将一个强疏水性分子变成强亲水性物质，通过胆汁排泄，见图2-1（a）。例如，硫酸氢氯吡格雷在体内有两种代谢途径：①15%吸收量经CYP-450酶催化加氧，之后再形成羧基和巯基，巯基可以和血小板P2Y12受体不可逆地结合，抑制血小板的聚集；②85%吸收量经过羧酸酯酶1水解，形成氯吡格雷羧酸，然后其中25%在UGT的催化下与葡糖醛酸结合，形成氯吡格雷酰基葡糖苷酸，大大强化其水溶性，见图2-1（b）。

药物代谢酶在人体很多组织中都有分布，其中肝脏、小肠、大肠分布水平最高。因为药物或外源物质经口进入人体后，首先进入消化道黏膜上皮细胞，上皮细胞（内质网上）的CYP3A4对药物进行第一次代谢。而这些吸收的药物还可能被膜上的P-糖蛋白重新外排到肠道，当再次吸收进入肠黏膜上皮细胞时会重复经历CYP3A4的代谢，这个过程也被称为肠道首过效应。因此，肠道是外源性物质吸收的主要场所，同时也肩负着代谢的重任。

然后药物经门静脉进入肝脏。肝脏是内源性（如胆固醇、甾体激素、脂肪酸、蛋白质）和外源性物质（药物、环境毒物等）的主要代谢器官。肝脏中含有丰富的药物代谢酶和转运蛋白，能够对来源于门静脉的脂溶性药物进行广泛代谢，这个过程被称为肝脏首过效应。脂溶性越高的药物（如硝酸甘油、利多卡因）被肝脏代谢越多，意味着肝脏对血液中携带的这种药物的抽取率越高，也意味着此种药物的生物利用度越低。经过肠道首过效应和肝脏首过效应之后，有一定比例的药物成功逃避首轮的代谢进入体循环，在这个过程中，也有大量的前药被代谢活化，进入体循环发挥其治疗作用。

鼻黏膜和肺也是重要的外源物质首次接触的组织，也分布有药物代谢酶。

一、药物体内转化过程

药物体内转化反应的类型多种多样，可以简单地分为：①Ⅰ相氧化、还原、水解反应；②Ⅱ相结合反应，催化亲水性基团与Ⅰ相代谢物结合，也能灭活具有潜在毒性的代谢物。参与反应的酶类及其反应类型见表2-1，这些酶在药物代谢中的贡献比重见图2-2。

在细胞内，Ⅰ相代谢酶（CYPs、FMOs、EHs）和Ⅱ相代谢酶中的UGT都镶嵌在细胞内质网上（见图2-3）。内质网是磷脂双分子层结构形成的一个含有内腔的网络系统，与细胞膜和核膜相连，与胞浆中的其他水溶性环境隔离。这种结构是发挥酶代谢作用的理想场所：脂溶性的药物分子穿越细胞膜时，被脂质双分子层包围，因为是脂溶性，所以会直接沿脂质双分子层的内质网继续输送给Ⅰ相代谢酶（氧化还原酶CYP复合体）。在这些酶催化下发生氧化或羟基化反应，增加原形药物的水溶性。如果活性代谢物脂溶性仍然较强，可以继续沿网络系统传递给内质网腔隙的UGTs进行葡糖醛酸结合；如果代谢物的水溶性较好，则可以传递到胞浆中，可能进一步接受GST和SULT的结合反应。代谢物最终可以通过膜系统转运出细胞，进入血液中。

药物代谢过程往往也是对药物灭活的过程。

在药物研发中，为了使药物能够跨越脂质双分子层的细胞膜到达作用靶点，必须具有一定的脂溶性，而药物代谢过程是减弱脂溶性增加水溶性的过程。Ⅰ相代谢为化合物引入的功能基团（如-OH、-COOH、-SH、-O-或-NH2），虽然可能没有显著增加化合物的水溶性，但是可以显著改变药物活性，即Ⅰ相代谢酶主要是灭活药物。Ⅱ相结合酶进一步增加Ⅰ相代谢物的水溶性，特别是UGTs和GSTs，能催化大分子的葡糖醛酸、谷胱甘肽等与药物结合，大大增加了空间位阻，也减弱或灭活亲电子药物的药理活性。

药物代谢过程也可能是药物活化的过程。

某些情况下，对酯或酰胺键的水解往往是活化药物的过程，如环磷酰胺、氯贝特、奥司他韦、阿司匹林、沙库巴曲、辛伐他汀以及依那普利（以及其他多数ACEIs），都需要经酯酶水解后活化。UGTs催化的葡糖醛酸结合在绝大多数情况下也是灭活的过程，但是吗啡葡糖醛酸化后的代谢产物反而活性更强，是一个例外。

药物代谢过程也可能产生有毒或致癌物质。

代谢过程中可能生成亲电子的代谢物，与亲核性的细胞大分子物质如DNA、RNA或蛋白质发生反应，导致细胞死亡和器官毒性。如对乙酰氨基酚，正常情况下是与硫酸或葡糖醛酸结合完成代谢和解毒过程。但是，大量服用对乙酰氨基酚后，过量的部分会经CYP-450（主要是CYP2E1）催化下变成N-乙酰-对苯醌亚胺（NAPQI），如果细胞内没有足够的GSH与之结合解毒，NAPQI会与亲核性细胞大分子（DNA、RNA或蛋白质）结合，造成严重的肝毒性，见图2-4。

与DNA的反应有时会导致癌基因或抑癌基因突变而产生肿瘤。人类绝大多数的癌症都是因为致癌物质的暴露，因此确认药物特别是慢病治疗药物是否具有潜在致癌性是极其重要的。虽然CYP1A、CYP1B、CYP2A、CYP2B和CYP2E在普通药物代谢方面作用有限，但是它们能够代谢活化大量的前毒素（protoxins）和前致癌物质（procarcinogens），对身体造成危害。

（一）I相代谢

1．CYP-450单加氧酶

每个CYP都包含一分子血红素，以非共价键形式与多肽链结合（图2-3）。血红素是携带O2的单元：①存在于血红蛋白中，可以从肺的气体交换中运输氧气到全身各个组织。②存在于CYPs中，是很多以O2为底物发生加氧反应的酶所必备的结构。血红素有一个铁原子的核心，位于碳氢结构形成的笼子里，可以与O结合，成为催化活性中心。CYPs直接激活O2，和来源于NADPH传递的2个H+，使外源性化合物（如药物）发生羟化反应（氧化反应，在结构上加1分子O），O2消耗1分子O，同时与来源于NADPH的2个H+形成1分子的H2O。由于一个氧分子（O2）发挥了两种功能，故将单加氧酶系又叫做混合功能氧化酶。单加氧酶系存在于微粒体中，能催化烷烃、烯烃、芳烃和类固醇等多种物质进行氧化。反应通式如下：

例如：苯巴比妥的苯环羟化后，极性增加，催眠作用消失（图2-5）。

RH + O2+ NADPH + H+→ R-OH + NADP++ H2O

然而，根据底物（药物）的不同，很多CYPs并不是严格按照这个比例消耗O2和形成副产物H2O，而是消耗更多的O2，产生所谓的活性氧或O。一般情况下，超氧化物歧化酶会催化O形成水，如果活性氧持续升高，氧应激对细胞产生氧化损害，导致疾病如肝硬化。

单加氧酶系的羟化作用非常广泛，例如维生素D3在肝脏和肾脏经2次羟化后形成活性的1，25（-OH）2-D3，类固醇激素（肾上腺皮质激素、性激素）和胆汁酸的合成都需要经过羟化过程。有些致癌活性物质经羟化后失活，但另一些无致癌活性的物质经羟化后会生成有致癌活性的物质，如多环芳烃经羟化后就有致癌活性，还需通过其他生物转化形式进行转化灭活。因此，生物转化过程不是绝对的解毒过程。

2．黄素单加氧酶（FMOs）

FMOs是另一个Ⅰ相代谢酶超家族，在肝脏中高表达，结合在内质网上，代谢疏水性的药物。FMOs有6个家族，其中FMO3在肝脏中含量最高，能够代谢尼古丁、西咪替丁、雷尼替丁、氯氮平、伊托必利等。

海鱼体内的氧化三甲胺（trimethylamine N-oxide，TMAO）浓度很高，可以达到体重的15%，具有维持细胞-体液间和体液-外界间渗透浓度平衡的作用，是海鱼体内重要的缓冲体系和渗透压调节剂。鱼死亡后FMO3失活，TMAO可以分解为鱼腥味的三甲胺（TMA），但是TMA无法在FMO3催化下变成无味的TMAO，因此死鱼腥味大，活鱼的腥味很小。

正常人吃下豆类、鸡蛋等含胆碱的食物后，胆碱在大肠内可被细菌分解为TMA，然后TMA在肝脏FMO3催化下氧化为无味的TMAO。某些人存在罕见的遗传性疾病FMO3基因缺陷，导致肝脏不能正常地将TMA氧化为TMAO，腐鱼气味的TMA在体内蓄积，病人的汗液、尿液和呼出气体都含有大量鱼腥味的TMA，被称为鱼腥综合征（ fi sh-odor syndrome）。

与CYPs不同，FMOs不能被诱导，也不轻易被抑制，因此推测不会介导药物-药物相互作用。事实上，研究证实胃肠动力药伊托必利（经FMO3代谢）的代谢不会被当前临床应用的药物所诱导或抑制。未来FMOs应该是药物研发的重要考虑因素，如果候选药物设计为经FMOs代谢，则药物的代谢特性更容易被准确预测，而且理论上不存在药物相互作用。

3．环氧化物水解酶（EH）

环氧化物往往是CYPs产生的，这类物质的水解包含两种酶：可溶性环氧化物水解酶（sEH）和微粒体环氧化物水解酶（mEH）。sEH存在于水溶性的胞浆中，mEH存在于脂溶性的内质网中。环氧化物是高亲电性，能与细胞亲核物质（蛋白质、RNA和DNA）结合，导致细胞毒性和变质。因此环氧化物水解酶能参与CYPs代谢产生的细胞毒物的灭活过程。如抗癫痫药物卡马西平是一个前药（见图2-6），需要经过CYP转化为药理活性代谢物卡马西平-10，11-环氧化物，此代谢物后经mEH代谢为二羟基卡马西平而灭活。

抑制mEH能升高活性代谢物卡马西平-10，11-环氧化物的水平，也增加了副作用。镇静剂戊诺酰胺（valnoctamide）和抗癫痫药物丙戊酸是mEH抑制剂，与卡马西平合用可能存在临床意义的相互作用，应该谨慎。

4．羧酸酯酶（CES）

也是一个超家族酶系，存在于许多细胞的内质网和胞浆中，能水解含有酯和酰胺的化合物，主要参与解毒或代谢活化药物、环境毒素、致癌物质。羧酸酯酶活化一些前药，变成它们的自由酸形式。如沙库巴曲（sacubitril）被CES1代谢为活性形式沙库巴曲拉（sacubitrilat，LBQ657），见图2-7；硫酸氢氯吡格雷被CES1代谢为氯吡格雷羧酸；奥司他韦被CES1代谢为奥司他韦羧酸；贝那普利等ACEI被CES代谢为贝那普利拉等活性形式。乙酰水杨酸（阿司匹林）被CES2代谢为水杨酸。还有若干其他药物的代谢活化也依赖羧酸酯酶，如达比加群酯、头孢呋辛酯、辛伐他汀等。

（二）Ⅱ相结合反应

Ⅱ相代谢酶催化的结合反应需要一个含氧（羟基化或环氧基）、氮、硫原子作为接受水溶性单元（谷胱甘肽、葡糖醛酸、硫酸、乙酰基）的受体。所以，Ⅱ相代谢往往是承接Ⅰ相代谢增加或暴露出的羟基（-OH）、羧基（-COOH）、氨基（-NH2）等结构，然后与上述水溶性单元结合。图2-1（a）展示的苯妥英的代谢，就是Ⅰ相代谢酶产生了4-羟基，然后在UGT催化下接受UDP-GA带来的葡糖醛酸，形成强水溶性代谢物；硫酸氢氯吡格雷经羧酸酯酶代谢后形成羧基，在UGT催化下与UDP-GA携带的葡糖醛酸结合成苷。因此，Ⅱ相代谢酶在底物上增加一个亲水性基团如葡糖醛酸或硫酸，能显著增加亲水性，促进代谢物经过尿液和胆汁的排泄。

如果药物（或激素、毒物等）本身具有羟基、羧基、氨基等药效功能基团，Ⅱ相结合反应会使药物失去与受体结合的能力，常常会终止其药理活性。比如对乙酰氨基酚本身具有羟基（图2-4），在与葡糖醛酸或硫酸结合后失活。但是也有例外，前文提到的吗啡葡糖醛酸结合物活性更强，米诺地尔的硫酸结合物活性更强。

除UGT催化的葡糖醛酸化发生在内质网的腔隙中外，其他的Ⅱ相结合反应（如SULT、GST等）都在胞浆中进行。Ⅱ相代谢的速率显著快于CYPs的催化速率。因此，如果一个药物在体内的代谢经过CYPs氧化和Ⅱ相结合，那么代谢的限速过程就是CYPs的氧化过程。因为Ⅱ相结合的过程增加药物的水溶性和排泄，所以常常被看作是药物有效清除和解毒过程。

1．葡糖醛酸结合反应

尿苷二磷酸葡糖醛酸转移酶（UDP-glucuronyltransferase，UGT）是最重要的Ⅱ相代谢酶，主要存在于消化道和肝脏，能够被诱导。UGT能催化UDP-GA分子中的葡糖醛酸转移到底物的醇羟基、酚羟基、羧基、磺酰基、羰基以及一级、二级和三级胺基，形成D-葡糖苷酸，见图2-8。但是这种代谢物很容易被β-葡糖苷酸酶裂解。

人类有19个基因编码UGT蛋白，其中9个编码UGT1家族，10个编码UGT2家族。UGT2更倾向于代谢内源性物质（如甾体），UGT1A1主要代谢外源性药物，也催化胆红素的葡糖醛酸化，是胆红素体内代谢消除的限速过程。

胆红素是血红素体内降解产物，80%来源于循环中的血红蛋白，20%来源于含有血红素的蛋白（如CYPs）。胆红素是疏水性的，与血浆蛋白结合，必须经过葡糖醛酸结合代谢才能经胆汁排泄。胆管中的结合胆红素存在肠肝循环，可以被重吸收到体内。如果胆红素不能被葡糖醛酸高效结合，将导致其血清水平升高而出现高胆红素血症或黄疸。

胆红素的清除速率受UGT1A1基因多态性和药物竞争UGT1A1代谢的影响。多于50%UGT1A1基因缺陷导致遗传性高直接胆红素血症。其中Crigler-Najjar综合征Ⅰ型就是完全缺乏胆红素葡糖醛酸结合，主要原因是UGT1A1基因多态性导致功能性酶蛋白合成降低或丧失。Gilbert综合征相对良性，约占人群的10%，体循环中胆红素的水平比正常人高60%～70%。主要是因为UGT1A1的启动子（UGT1A1*28）发生突变导致UGT1A1表达降低，这类人群对药物（吉非罗齐、依折麦布、辛伐他汀、阿托伐他汀、西立伐他汀、炔雌醇、丁丙诺啡、氟维司琼、布洛芬、酮洛芬、伊立替康、阿扎那韦）经UGT1A1代谢能力降低，更容易出现ADR。

2．硫酸结合反应

硫酸转移酶（sulfotransferase，SULT）存在于胞浆中，接受3'-磷酸腺苷-5'-磷酰硫酸（PAPS）提供的硫酸基，与Ⅰ相代谢产生的醇羟基、酚羟基、芳香氨基、脂肪链氨基生成硫酸酯化合物，使其活性降低或灭活。例如，雌酮就是与PAPS反应生成雌酮硫酸酯而灭活（图2-9）。

人类SULTs在保持机体正常生理功能方面至关重要：SULT1主要催化酚羟基硫酸化，如对乙酰氨基酚、米诺地尔、17α-炔雌醇。SULT1A3高选择性催化儿茶酚胺类；雌激素特别是17β-雌二醇经SULT1E1催化。皮肤中表达最多的SULT2B1b能辅助胆固醇的代谢，硫酸胆固醇是调节皮肤角化细胞分化和皮肤形成的重要物质；SULT2A1在胎儿肾上腺大量表达，产生大量的硫酸去氢表雄酮，这是孕中期胎盘合成雌激素的重要原料。

对SULT超家族的结构、功能、调控和基因多态性的了解有助于理解硫酸化在肿瘤易感性、生殖、发育中的作用。因为人类发育过程中硫酸化是最主要外源化合物的代谢酶，胎儿中酶活性水平显著高于成人。

3．谷胱甘肽结合反应

谷胱甘肽-S-转移酶（glutathione-S- transferase，GST）能催化还原型谷胱甘肽（GSH）与一些亲电子的化合物（含有-O、-N和-S的卤化有机物、环氧化物等）结合，保护细胞大分子不与亲电子的物质发生反应，降低环氧化物的毒性。外源性物质和谷胱甘肽的胱氨酸中的S键形成硫醚，形成谷胱甘肽结合物，然后进一步代谢为硫醚后，经尿液排泄，见图2-10。一般来说，GST的底物特征是含有一个亲电性原子和疏水性结构，这些物质通常与细胞蛋白结合，如甾体、胆汁酸、胆红素、细胞激素、环境毒素等。

GSH是由谷氨酸、胱氨酸和甘氨酸形成的三肽，细胞内的谷胱甘肽包含GSSG（氧化）和GSH（还原）两种形式。GSH在细胞内浓度较高，肝脏中约7μmol/g（10mmol/L），许多外源性物质可以与谷胱甘肽发生非酶反应，但是GST大约占细胞内总蛋白浓度的10%，可以保证：①谷胱甘肽有效地结合具有反应活性的亲电子外源物；②细胞浆中有足够的蛋白，可以促进非谷胱甘肽结合底物与其以非共价和共价（有时）结合反应。

人类GST超家族有20种，可分为2个家族：胞浆型和微粒体型。两者的主要区别是结合的底物不同：胞浆型GSTs主要结合药物和外源物的代谢物，微粒体型GSTs主要结合内源性白三烯、前列腺素的代谢物。胞浆中高浓度的GSH和高活性的GSTs意味着活性代谢物都能被解毒。但是，特殊情况下，如当体内GSH耗竭，或者GST基因为慢代谢型时，有一些活性中间产物可能逃避解毒过程，其亲电性能够与细胞大分子结合导致毒性。比如对乙酰氨基酚，体内一般经过葡糖醛酸化和硫酸化代谢，但是也可以被CYP2E1和CYP3A4氧化，产生具有亲核毒性的NAPQI。在正常剂量下，可以迅速与GSH结合解毒。但是，当对乙酰氨基酚过量导致GSH耗竭，就增加了NAPGI与细胞大分子发生交互作用导致肝细胞坏死和中毒，见图2-4。

口服的谷胱甘肽（GSH）在胃肠道中被分解成为氨基酸形式，然后被吸收到体内［1］。FDA从2011年开始推荐N-乙酰半胱氨酸（NAC）作为对乙酰氨基酚中毒的解救药物，是因为NAC进入肝细胞内能够促进内源性谷胱甘肽的合成，体内有丰富的谷氨酸、甘氨酸，而NAC可以水解为半胱氨酸后促进谷胱甘肽的合成。NAC比半胱氨酸更稳定，不易与其他氨基酸形成二硫键，同时能够穿越细胞膜而无需氨基酸转运体协助。谷氨酸和半胱氨酸在肝细胞内γ-谷氨酰半胱氨酸合成酶的催化下，形成γ-谷氨酰半胱氨酸，然后在谷胱甘肽合成酶催化下，与甘氨酸结合形成谷胱甘肽。γ-谷氨酰半胱氨酸合成酶是肝细胞内谷胱甘肽的合成限速酶，而且受到GSH的反馈抑制。只有当肝细胞内的GSH耗竭时，补充NAC才能大大促进GSH的合成。对于细胞内GSH含量正常的肝细胞，即使给予NAC也不能增加GSH的合成。因此，对乙酰氨基酚中毒早期（＜8小时）应用NAC的解毒效果好，而10小时以后的治疗效果不明显［2］。静脉输注的谷胱甘肽在肾小管细胞刷状缘的γ-谷氨酰转肽酶作用下迅速水解为氨基酸，t 1/2为1.5～2分钟［3］，然后被重吸收进入肝脏后，合成肝细胞内的谷胱甘肽。肝细胞内有两个重要的GSH池：细胞浆和线粒体，线粒体不能合成GSH，细胞浆GSH通过线粒体内膜的有机阴离子载体转运到线粒体内，保护细胞免受线粒体中释放的氧自由基的氧化损伤。所以NAC和注射用GSH在对乙酰氨基酚介导的肝毒性中，都能为GSH耗竭的肝细胞补充内源性合成的GSH，降低对乙酰氨基酚的肝脏毒性。

所有的GSTs都具有基因多态性。GSTM1*0和GSTT1*0是无活性型。GSTM1*0在白色人种中发生率50%，这种基因型与人类肺癌、直肠癌和膀胱癌相关。GSTT1*0在中国人和韩国人中的发生率约60%，与细胞毒类型的化疗药的毒副作用相关，药物经GSH结合的排泄过程受阻。既然GSTs在细胞内的解毒中具有重要的作用，在肿瘤细胞中，这种作用与化疗药物耐药密切相关。研究发现，肿瘤细胞中存在GSTs的过表达，可以抑制肿瘤细胞凋亡。如果某种药物能抑制肿瘤细胞的GST活性，可能增加细胞毒化疗药的活性。

4．乙酰基结合反应

肝细胞浆中含有N-乙酰基转移酶（N-acetylase，NAT），可催化含芳胺和肼结构的物质（苯胺、磺胺、异烟肼等）与乙酰辅酶A提供的乙酰基结合，形成乙酰化物。乙酰化过程使弱水溶性代谢物的可离子化的胺发生共价结合而被中性化。例如磺胺药苯磺酰胺的灭活（图2-11），磺胺药经乙酰化后溶解度反而下降，在酸性尿中容易析出。因此服用磺胺药的同时应加服碱性药如小苏打，以防止磺胺药在尿中形成结晶，并易于随尿排出。

NATs具有明显的基因多态性。异烟肼在体内需要经过NATs乙酰化后经尿液排泄。其中5%～15%的患者会出现毒性反应-手指出现针刺感或麻木感。中毒的患者尿中原形药物增多。因此，把人群分为快乙酰化和慢乙酰化两类，其中慢乙酰化者容易中毒。现在已经证实，人类有两个NAT功能基因：NAT1和NAT2，其中NAT2基因多态性与慢乙酰化相关。NAT2快乙酰化者能够有效地对双环芳香胺类进行代谢和解毒，而NAT2慢代谢者，双环芳香胺蓄积后成为CYPs的底物（发生N-羟基化），经肾脏排泄。膀胱上皮细胞高表达NAT1，能够将N-羟基乙酰化的双环芳香胺催化，脱去乙酰基，形成有致突变作用的鎓离子（nitrenium ions），所以NAT2缺陷患者特别容易发生膀胱癌。因此，N-羟基乙酰化是某些环境毒物活化的过程。相反，双环芳香胺的直接N-乙酰化是稳定的，也是解毒的过程。NAT的主要底物包括醋丁洛尔、金刚烷胺、氨甲苯酸、氨鲁米特、氨基水杨酸、氨力农、苯佐卡因、咖啡因、氯硝西泮、氨苯砜、安乃近、肼屈嗪、异烟肼、硝西泮、苯乙肼、普鲁卡因胺、磺胺。

5．甲基结合反应

少数含有氨基（-NH2）、羟基（-OH）及巯基（-SH）的药物和外源物可经甲基化而被代谢，甲基结合反应由甲基转移酶（Methyltransferase，MT）催化。人类有3种N-甲基转移酶、1种儿茶酚-O-甲基转移酶（COMT）、1种苯酚-O-甲基转移酶（POMT）、1种巯嘌呤-S -甲基转移酶（TPMT）和1种巯基甲基转移酶（TMT）。这些酶以单体的形式存在于肝细胞微粒体及胞液中，S -腺苷蛋氨酸（SAM）是甲基化代谢的供体。MTs保守序列较少，表明在进化过程中不同的MT催化不同的底物，因此具有极高的底物特异性。3种N-甲基转移酶包括：尼克酰胺N-甲基转移酶（NNMT）催化5-羟色胺、色氨酸和含有吡啶结构的物质（如尼克酰胺、尼古丁）甲基化；苯乙醇胺N-甲基转移酶（PNMT）负责去甲肾上腺素的甲基化生成肾上腺素；组胺N-甲基转移酶（HNMT）代谢含有咪唑环的物质（如组胺）。而COMT催化多巴胺、去甲肾上腺素、甲基多巴、甲基苯丙胺（MDMA）等儿茶酚苯环上的羟基甲基化。

从临床角度来说，TPMT是最重要的甲基转移酶，能够催化含巯基的芳烃和杂环物质的S-甲基化，包括硫唑嘌呤（AZA）、巯嘌呤（6-MP）、硫鸟嘌呤。6-MP是前药，在体内经次黄嘌呤鸟嘌呤磷酸核糖转移酶（HGPRT）代谢为6-硫鸟嘌呤核苷酸，嵌入到DNA和RNA合成中，导致DNA复制错误，产生细胞毒。TPMT负责6-MP甲基化解毒，如果某个患者的TPMT基因先天缺陷，会导致服用6-MP的患者发生严重中毒。

去甲肾上腺素经COMT催化甲基化生成肾上腺素的反应（图2-12）。

6．甘氨酸结合反应

有些外源性毒物、药物或内源性代谢物的羧基被激活成酰基辅酶A后，可与甘氨酸的氨基结合，例如苯甲酰CoA与甘氨酸的结合反应见图2-13。在肝细胞中，胆固醇代谢转化产生胆酸与鹅脱氧胆酸，然后胆酸与鹅脱氧胆酸分别与甘氨酸和牛磺酸结合，形成结合胆汁酸，这种结合反应对于胆汁的生成是非常重要的。

二、CYP-450酶介导的代谢性药物相互作用

药物经消化道吸收或者经静脉通路入血，然后在机体内分布，通过肝脏和其他组织进行生物转化后，最后代谢物或原形药物经肝脏、肾脏等器官排泄至体外。在这个完整的药动学过程中，涉及药物在体内生物转化所需要的重要代谢酶：包括专一性酶（选择性高、活性强的酶，如胆碱酯酶、单胺氧化酶等）和非专一性酶两大类（主要指混合功能氧化酶，即CYP-450酶）。由于这些酶可能被其他药物所抑制或诱导，或因个体基因多态性问题而导致其底物药物代谢方面的显著改变，都可以产生药物相互作用。

1．细胞色素P-450酶（CYP-450酶）

CYP-450酶蛋白与一氧化碳（CO）的结合体CYP-CO在450 nm处有特征性强吸收峰而得名。CYP-450酶系由许多结构和功能类似的同工酶组成一个庞大的超家族，Nehert及其同事提出了通用的系统命名法［4］，将同工酶按其基因所表达氨基酸的同源性分为家族和亚家族，以“CYP”为词首来命名所有物种的细胞色素P-450同工酶（果蝇及鼠基因用小写的“Cyp”表示）。在该系统中，所有来源的细胞色素P-450蛋白的氨基酸若有40%以上的同源性，则归于同一家族，并以阿拉伯数字来标示。亚家族酶则由氨基酸顺序有55%以上同源的酶组成，以大写字母标示，字母后面的阿拉伯数字表示不同的酶，与酶相关的基因则用斜体字表示。比如，CYP2家族有诸如CYP2C、CYP2D、CYP2E等亚家族，数字代表不同的酶，如CYP2D6，基因则用CYP2D6表示。因这种命名法的优点是很易识别结构一致或高度相似的细胞色素P-450，被广泛接受。据估算［5］，约有60%的处方药经过CYP-450代谢。在已经确定的细胞色素P-450的18个家族42个亚家族中，参与药物转化的主要是CYP3A4、CYP1A2、CYP2C9、CYP2C19、CYP2D65种，占CYP代谢总量的95%。约有55%的药物经CYP3A4代谢，20%的药物经CYP2D6代谢，15%的药物经CYP2C9和CYP2C19代谢。

因此，如果因遗传因素或药物因素造成不同个体CYP-450酶活性出现差异，则会影响底物药物的代谢，导致药物浓度升高而中毒，或者药物浓度降低而治疗无效，甚至出现罕见的不良反应。CYP-450被抑制或被诱导是导致代谢性药物相互作用的主要原因，据日本学者（千叶宽，1998）估计，酶抑制作用所致DIs约占代谢性相互作用的70%，酶诱导作用引起的药物相互作用约占23%。

2．CYP-450酶的抑制

药物对CYP-450酶的抑制有三种类型：①竞争性抑制（mutual competitive inhibition），通常发生在两种药物都是同一个酶的底物时，会产生底物之间的竞争，抑制了彼此的代谢。如环孢素和地尔硫之间存在底物水平的竞争性抑制。②机制基础抑制（mechanism-based inhibition），也叫自杀性抑制，如大环内酯类抗生素在肝脏经CYP3A4代谢，脱去氨基糖分子中叔胺基的N-甲基，此代谢物与CYP-450酶血红蛋白中的亚铁形成亚硝基烷烃（nitrosoalkane）复合物而使酶失活（图2-14）。14元环的红霉素和克拉霉素与CYP3A4形成复合物的作用最强，罗红霉素和16元环的交沙霉素、螺旋霉素等次之，最弱者为15元环的阿奇霉素，对CYP3A4基本没有抑制作用。③非选择性抑制（nonselective inhibition），指药物对多个CYP同工酶都有抑制作用，缺乏专一性。如西咪替丁咪唑环上的N与CYP-450酶亚铁血红素部分的配体非选择性的结合，引起酶活性障碍。由于每个CYP都有亚铁血红素配体，因此西咪替丁对大部分的CYP都有抑制作用，但主要抑制CYP3A4，其次是CYP2D6。另外，唑类抗真菌药物（如酮康唑、咪康唑、伊曲康唑、克霉唑）本身就是抑制真菌的CYP-450酶，结构中的杂环氮原子可以非特异地与CYP-450酶血红蛋白中的铁原子结合，从而抑制CYP-450酶活性。特比萘芬不含杂环氮原子，只对CYP2D6有抑制作用。

按照抑制剂对酶抑制的性质不同，又可以分为可逆性抑制和不可逆性抑制。可逆性抑制根据其对酶抑制部位（酶本身、酶-底物复合体）的不同，又分为竞争性抑制（competitive inhibition）、非竞争性抑制（noncompetitive inhibition）和反竞争性抑制（uncompetitive inhibition）。

在竞争性抑制中，抑制剂与底物竞争酶的同一（催化）活性中心，从而干扰酶与底物的结合，使酶的催化活性降低。特点为：①竞争性抑制剂往往是酶的底物类似物或反应产物；②抑制剂和底物与酶的结合部位相同；③抑制剂浓度越大，则抑制作用越大，但增加底物浓度可使抑制程度减小；④动力学参数：Km值增大，Vm值不变。典型的例子是丙二酸对琥珀酸脱氢酶（底物为琥珀酸）的竞争性抑制，磺胺类药物（对氨基苯磺酰胺）对二氢叶酸合成酶（底物为对氨基苯甲酸）的竞争性抑制。

在非竞争性抑制中，抑制剂不影响酶与底物的结合，和底物分别作用于酶的不同部位，抑制剂可使酶-底物（ES）发生变构，阻止酶促反应产物生成，从而降低酶的催化活性。因此具有下列特点：①必须有底物存在，抑制剂才能对酶产生抑制作用；②抑制剂的抑制作用不能通过增加底物的浓度来消除；③抑制剂降低了酶对底物的最大代谢速度（Vm），但是Km值不变。

在反竞争性抑制中，抑制剂只能与酶-底物复合物（ES）结合形成ESI复合物，而不与游离酶结合，结合后抑制酶促反应。这种情况下，增加底物浓度，只能加重抑制剂的抑制作用。因此抑制剂存在情况下，Km和Vm都降低。

然而，在临床实践中，反竞争性抑制是非常罕见的，因为在体内环境中，底物-酶饱和现象很少发生，而且体内底物的浓度通常远远小于Km ，其消除过程通常是一级动力学过程，因此不管是否有竞争性或非竞争性抑制剂存在，底物的代谢速率往往与底物的浓度无关。

在缓慢可逆性或不可逆性抑制中，药物或代谢物与酶形成不可逆复合物达到最大程度地抑制酶活性，需要一定的时间。比如红霉素抑制CYP3A4，在体内需要连续使用红霉素3天以上的时间才能最大程度抑制此酶活性［6］。但是对于某些药物，如醋竹桃霉素（troleandomycin）最大程度抑制CYP3A4需要的时间更短。有研究显示，口服醋竹桃霉素500mg，使2小时后静脉给予的咪达唑仑的代谢（经CYP3A4）被明显抑制。能形成缓慢可逆复合物（slowly reversible complex，MI复合物）的常见药物包括大环内酯类抗生素、三乙酰竹桃霉素（triacetyloleandomycin）、竹桃霉素（oleandomycin）、红霉素、克拉霉素、罗红霉素以及抗抑郁药物氟西汀、去甲替林、地昔帕明、米帕明和胺碘酮、地尔硫和他莫昔芬等。

一般来说，由于MI复合物解离时间较长，可能超过酶蛋白的生理存活时间，因此，对于形成MI复合物达到有效抑制酶活性的情况，并不需要酶被抑制剂饱和，只需要抑制剂持续存在并抑制酶活性，持续存在的初级或次级代谢物（抑制剂）将累积并最终形成酶-抑制剂复合物。比如研究发现，体内红霉素要有效抑制CYP3A底物环孢素、特非那定和阿芬太尼的代谢，需要多剂量给药［7］［8］。重复给予红霉素（500mg/d）后血浆中药物浓度为5～6μmol/L，远远低于红霉素对CYP3A的K（i 16～194μmol/L），因此认为，红霉素对CYP3A的抑制作用主要是由于代谢物形成了MI复合物，而不是因为红霉素本身对CYP3A的快速抑制。

抑制剂对酶抑制活性的强度取决于：①抑制剂的起始浓度；②酶对抑制剂（前药）代谢的效率；③抑制剂-酶复合体的稳定性。如果形成的抑制剂-酶复合体不能在正常的酶蛋白降解前分离，这种抑制就可以看作不可逆性抑制，或者自杀性抑制。类似的经典例子还包括17α-炔类固醇类［9］，如炔雌醇（ethinyl estradiol）和孕二烯酮（gestodene）都通过CYP3A4代谢后与血红素不可逆地结合。

FDA在2017年发布的第2版《药品生产企业临床药物相互作用研究-试验设计、数据分析、临床应用的指南（草稿）》中提出了酶抑制剂活性的分级标准［10］：根据体内实验中CYP-450酶抑制剂对合用的敏感底物或其他适宜底物的AUC增加的倍数，对抑制剂进行分级：如果受试药物使底物药物的AUC增加≥5倍，则列入强抑制剂组；如果2≤AUC增加倍数＜5，则列入中等抑制剂组；如果1.25≤AUC增加倍数＜2，则列入弱抑制剂组。

部分酶抑制剂的分级见表2-2，常见的P-450酶敏感底物和安全范围窄的底物见表2-3。

3．CYP-450酶的诱导

尽管体内酶诱导现象比较少见，但是敏感酶的诱导能严重影响药物的体内代谢。多数酶诱导现象是由于酶蛋白合成的增加，包括：①mRNA翻译活性的增加；②mRNA稳定性增加，翻译后的降解减少；③DNA转录增加。目前发现，CYP1A2、CYP3A4、CYP2C和CYP2B可被诱导，CYP2D6不能被诱导。CYP3A对所有已知的诱导剂都很敏感。研究也证实，CYP-450酶诱导作用机制与核受体超家族有关。

外源性物质（包括药物）可以激活基因转录过程，诱导酶蛋白基因表达，增强代谢酶活性（数量的增加），可导致此代谢酶底物药物的血药浓度降低，代谢物浓度升高。在这个过程中，许多药物（诱导配体）通过与不同的核受体超家族发生复杂的相互作用，诱导药物代谢酶基因的表达。常见药物与核受体诱导的代谢酶基因见表2-4。这些诱导药物通过核受体增强了相应代谢酶的基因转录和表达，增强活性，会导致药物相互作用。比如很多前致癌物本身无毒性，只有在体内经过CYP-450酶代谢后才具有致癌活性。奥美拉唑等AHR诱导剂通过诱导CYPs活性增加这些前致癌物的毒性。

核受体超家族成员参与了CYP-450酶的诱导，其中CAR、PXR和PPAR-α分别在诱导肝脏CYP2、CYP3和CYP4家族同工酶中发挥作用，此外，法尼醇衍生物能缓慢激活FXR和肝脏X受体（liver X receptor，LXR），在肝脏CYP-450酶诱导表达中也起一定作用。这些调控性核受体都属于同一个核受体基因家族，它们具有共同的异二聚体伴侣——视黄醛X受体（retinoid X receptor，RXR），RXR与其他核受体或多种细胞内信号途径产生交互作用。此外，这些核受体还是调节Ⅱ相代谢酶和药物转运蛋白表达的感应器，参见表2-4。

CYP1A1/2诱导机制的研究比较成熟［11］，药物与胞浆中的AHR结合，导致热休克蛋白90从受体上分离，引导受体配体复合物进入细胞核，与Arnt蛋白结合形成复合物，AHR-Arnt复合物与CYP1A基因上的反应元件结合，导致基因转录增加。香烟中的某些成分和某些药物就是通过这个途径诱导肝脏CYP1A2和肝外组织中CYP1A1。

另一类核受体是甾体激素受体，受体结构与甾体激素受体相似，但是没有内源性配体与之结合，因此又称为“孤儿受体（orphan receptors）”。其中最重要的核受体是PXR和CAR。因为PXR可以被合成的甾体16-α孕烯诺龙酮腈（pregnenolone-16-carbonitrile）所激活，所以被称为孕烷X受体，事实上PXR也可以被醋竹桃霉素、硝苯地平、美伐他汀、曲格列汀、利托那韦、紫杉醇、贯叶金丝桃等激活。研究还发现，PXR和CAR存在种属特异性［12］，如利福平能激活人类的PXR，但不能激活小鼠、大鼠的PXR；5β-二氢黄体酮能优先激活小鼠、大鼠的PXR。美克洛嗪能激活小鼠CAR诱导基因转录，但是却抑制人类的CAR基因转录诱导作用。因此，来源于动物的研究结果不能完全反映人类的真实情况。

CAR能够在没有配体的情况下激活基因转录。在正常肝细胞中，CAR位于肝细胞胞浆中，与其内源性抑制配体-雄激素代谢产物32-雄甾（烷）醇结合，处于无活性状态。雄诺龙、克霉唑、美克洛嗪也能与CAR结合，抑制CAR对基因转录的激活。当苯巴比妥作用于肝细胞时，经某种磷酸化依赖机制，CAR从细胞浆转移到细胞核，并且与32-雄甾（烷）醇的结合能力大大降低，导致CAR与RXR结合并形成异二聚体，通过与苯巴比妥反应增强子（phenobarbital responsive enhancer module，PBREM）结合促进了CYP2B的转录。苯巴比妥、苯妥英、卡马西平、扑米酮及环磷酰胺、异环磷酰胺等都是CYP2B的诱导剂。而农药TCPOBOP和内源性甾体5β-二氢黄体酮能激动CAR的转录活性而诱导CYPs活性。

人类PXR基因位于13号染色体q11-13臂，全长35 kb，含有9个外显子。基因测序发现，PXR基因存在38个SNP位点，其中有6个在编码区，3个为同义突变，3个为非同义突变。编码区的3个非同义突变，形成了PXR的新等位基因，包括PXR32（P27S，79C→T）、PXR3 3（G36R，106G→A）和PXR3 4（R122Q，4321G→A）。PXR介导型诱导CYP3A基因，该基因的调节部位为地塞米松（DEX）/孕烯醇酮16α-腈（pregnenolone 16α-carbonitrile，PCN）反应元件，当外源物进入细胞后，直接与核内PXR配体结合区结合，后者再与RXR结合形成异二聚体，最后该二聚体与DEX/PCN反应元件结合，诱导CYP3A基因的表达［13］。抗肿瘤药物紫杉醇（paclitaxel）在体内经CYP3A4代谢，但其本身能激活PXR，诱导CYP3A4加快代谢。紫杉醇类似物多西他赛（docetaxel）不激活PXR，所以口服生物利用度比紫杉醇高。另外，因致命肝毒性而被撤市的抗糖尿病药物曲格列酮（troglitazone），在治疗剂量时能活化PXR，并由CYP3A代谢生成具有潜在肝毒性的苯醌，而类似药物吡格列酮（pioglitazone）不激活PXR，活性苯醌大大减少，肝毒性也大大减小［14］。

研究发现，多种药物能通过激活PXR诱导肝药酶。圣约翰提取物（St.John’s wort）（即我国的贯叶金丝桃提取物，由于我国目前没有相关产品上市，相关的药物相互作用研究也都是圣约翰草提取物，因此本书采用了这个称呼，避免读者查阅时还要把圣约翰草转换为贯叶金丝桃）是欧美广泛应用的轻、中度抑郁症的治疗药物。报告基因研究证实了临床的观察，圣约翰提取物能激活PXR并诱导CYP3A4的表达［15］，同时还能诱导CYP2C19的表达，增加对奥美拉唑等底物的代谢。

对原代培养的人肝细胞研究［16］发现，依非韦伦也能激活人孕烷受体（hPXR），剂量依赖性地诱导CYP3A4和hPXR。以CYP3A4活性为标准，依非韦伦（5～10μmol/L）、苯巴比妥（2μmol/L）和利福平（10μmol/L）分别使CYP3A4的活性升高3～4倍、5倍和6倍。

PXR也具有重要的生理功能。石胆酸（lithocholic acid）是一种有肝毒性的疏水性次级胆汁酸。动物实验表明，石胆酸可造成肝内胆汁淤积，导致经胆汁排泄的毒素在肝脏积聚，造成肝脏损害。石胆酸和其他肝毒性胆汁酸通过Ⅰ相羟基化反应（CYP3A催化）和Ⅱ相结合（UGT催化）反应，增加胆汁酸的亲水性，促进其肾排泄。肝脏的羟化反应是石胆酸和其他胆汁酸代谢和排泄的一个核心步骤，是预防胆汁淤积和肝损害所必需的。研究发现，PCN（PXR激动剂）预处理可避免石胆酸造成鼠肝脏损伤。PCN保护作用在PXR基因敲除的大鼠中则消失。推测PCN通过激动PXR而诱导CYP3A活性，促进石胆酸的羟化代谢减少其毒性。研究发现，PXR能被石胆酸及其代谢产物激活，从而调节参与胆汁酸合成、转运、代谢的基因，如CYP7A1、Oatp2和CYP3A，维持着胆汁酸的体内平衡。因此Staudinger等认为，PXR是石胆酸的一种生理传感器，协调基因的表达，以减少毒性胆汁酸的浓度。

PPARα是贝特类降脂药（吉非罗齐、非诺贝特）的靶点，激活后能够诱导脂肪酸代谢相关酶而降低甘油三酯，也能诱导CYP4而增加脂肪酸（和含有脂肪酸侧链的白三烯和花生四烯酸）的氧化代谢。PPARγ是噻唑烷二酮类药物（罗格列酮、吡格列酮等）的靶点，但是PPARγ不能诱导外源物的代谢。

临床常见CYP-450酶诱导药物见表2-5。

4．CYP-450酶基因多态性

早在20世纪70年代，就发现异喹胍和司巴丁的代谢呈多态性，通过对遗传机制的研究发现，其代谢差异是由CYP2D6基因多态性所致。CYP2D6基因的主要突变方式是单个碱基的缺失或替换引起读码框架移位或是大片段基因的丢失。目前已发现CYP2D6有70多种突变基因，其中超过15个突变基因翻译后是无活性状态或非酶结构，而另外一些突变翻译后分别为活性降低、活性正常或活性增强的CYP2D6，从而造成人类对药物反应的个体差异。据此，可将人群分为4种类型：超快代谢型（ultra-rapid metabolizer，UM）、正常代谢型（extensive metabolizer，EM）、中间代谢型（intermediate metabolizer，IM）和慢代谢型（poor metabolizer，PM）。UM是由于CYP2D6多基因拷贝，使酶蛋白高表达，导致酶活性显著升高。EM是正常人群的代谢表型，是纯合子正常等位基因产生的正常表达量的酶，但有些杂合子的酶蛋白仍然表达正常，也表现为EM。PM是由于基因突变造成酶蛋白分子结构或构象的改变，从而产生酶蛋白功能缺陷。最常见的非编码等位基因是CYP2D634、CYP2D635、CYP2D636和CYP2D633，分别占无效等位基因的71%、16%、6%和4%。这种非编码等位基因会导致酶活性丧失。慢代谢型的发生率存在种族差异：白色人种慢代谢型发生率为6%～8%，黄色人种为1%，黑色人种为1.8%。大约75%的慢代谢者是由CYP2D6 3 4引起，在白种人中，CYP2D6 3 4的频发率为22%［17］。

CYP1A也具有基因多态性。对于CYP1A1来说，除了存在AHR基因多态性而影响了CYP1A1的可诱导活性外，CYP1A1基因本身也存在多态性。AHR存在高亲和力和低亲和力2种受体，大约10%的人群属于高亲和力受体类型，而90%属于后者［9］。CYP1A1存在4个基因多态性位点，分别为m1（与日本人肺癌增多有关）、m2〔Ile462→Val，导致酶活性升高50%和谷胱甘肽S-转硫酶μ（GSTM1）突变，一起导致日本吸烟者肺癌发病率增高9倍〕、m3（位于内含子7，只在非裔美国人发现）和m4（外显子7，Thr461→Asp，可能与肺癌无关）。CYP1A2也存在基因多态性，如检测21个肝组织发现CYP1A2 mRNA的含量相差43倍，而检测22个肝组织CYP1A2介导的咖啡因N3-去甲基反应或4-苯基苯胺N-氧化反应（4-aminobiphenyl N-oxidation）分别相差57倍和130倍［18］［19］。

CYP2C家族也存在基因多态性。S -美芬妥英（mephenytoin）在体内可被CYP2C19迅速发生芳香羟基化代谢，但是在白色人种中，有2%～5%的个体表现为代谢缺陷，进一步研究发现，这一变化是缘于CYP2C19的外显子5的G→A突变（CYP2C19*2），导致读码框位移，翻译出一个没有活性的酶蛋白［20］。Goldstein等［21］又在亚洲人群（黄色人种）发现了位于外显子4的CYP2C19*3等位基因。这两个突变导致了99%的亚洲人（黄色人种）CYP2C19的慢代谢型。最近也发现了CYP2C19*4和CYP2C19*5（Arg433→Trp）突变会导致翻译的酶蛋白丧失活性。

已经证实，CYP2C9基因存在R144→C（CYP2C9*2）和I359→L（CYP2C9*3）等位基因，这两个等位基因的变异导致CYP2C9在种族间表达的差异，其中白种人的突变率在10%左右，而中国人或非裔美国人低于2%［22］。CYP2C9*2和CYP2C9*3等位基因突变，产生的是有功能的蛋白，但是酶活性降低。这种基因多态性在药物开发中也导致过复杂情况：氯沙坦（losartan）是CYP2C9底物，在临床进行的200人的队列研究中发现，有2人出现代谢异常，没有将氯沙坦转化为酸代谢物，最后确认两个人是CYP2C9*3突变者。其中一个人继续进行CYP2C9底物甲苯磺丁脲和苯妥英试验，跟预期一致，探针药物甲苯磺丁脲和苯妥英的消除半衰期大大延长［23］。

相对来说，CYP2E1属于保守的基因，有功能性的突变更是罕见。

5．CYP-450酶简介

（1）CYP1A2

目前发现人类CYP1家族包括CYP1A1、CYP1A2和CYP1B1。其中CYP1A2与药物代谢关系最为密切，占肝脏总CYP-450酶含量的13%，参与多种药物、类固醇激素及前致癌物如黄曲霉毒素aflatocin）B、2-乙酰氨基芴（2-acetylamino fl uorene）和芳香胺（arylamines）的代谢。研究发现，不同个体CYP1A2含量相差可达60倍，有明显的种族差异。咖啡因最主要（80%）的代谢途径是3位去甲基生成次黄嘌呤，该代谢几乎完全由CYP1A2催化，另外，CYP1A2还参与了咖啡因其他途径的代谢。总的来说，人体咖啡因90%的消除经由CYP1A2介导，所以咖啡因是测定体内CYP1A2活性最理想的探针药物［24］。呋拉茶碱（furafylline）对CYP1A2有强大的不可逆的抑制作用，是一个自杀性的底物药物，对CYP1A2具有一定的特异性，是体外测定CYP1A2活性的理想药物。

目前临床常用药物中，CYP1A的底物包括咖啡因、茶碱和R-华法林。CYP1A2和1A1分别参与R-华法林的6-位和8-位羟化；CYP1A抑制剂包括呋拉茶碱、α-萘黄酮（α-naphtho fl avone）、氟伏沙明、艾力替新（ellipticine）和异黄樟素（isosafrole）等。最早发现，呋拉茶碱使饮用咖啡因饮料者出现甲基黄嘌呤样中毒，后来研究发现，呋拉茶碱是CYP1A2的不可逆抑制剂，呋拉茶碱单剂量90mg就可使咖啡因消除半衰期延长10倍，显著降低血浆中N3-去甲基代谢物副黄嘌呤（paraxanthine）的含量［25］［26］。呋拉茶碱能抑制CYP1A2介导的R-华法林6-位羟化反应，推测CYP1A底物药物和抑制剂之间可能存在临床意义的相互作用。

（2）CYP2C

在CYP-450超家族中，CYP2是最大的家族，有15个亚家族，其中CYP2A-2E存在于哺乳动物中。CYP2C是最大的亚家族，其中CYP2C9和CYP2C19与药物代谢关系密切，但存在快代谢型（正常）与慢代谢型，对药物代谢个体差异较大，因此给药剂量应个体化。CYP2C9参与目前约16%的临床药物代谢，其酶蛋白除了最多的CYP2C931外，至少还有5种等位基因的异构体：白种人中主要为CYP2C932和CYP2C933，但非洲和亚洲人中却很少见，其中CYP2C932在亚洲人中尚未检测出来。日本人中仅见CYP2C934，在少数非裔美国人中可检测到CYP2C935和CYP2C936，携带一种或多种变异的等位基因的个体，在处方某些经CYP2C9代谢的药物时，可能导致严重的药物不良反应或毒性［27］。

CYP2C9重要底物包括华法林、苯妥英钠、甲苯磺丁脲和替尼酸。华法林口服制剂是消旋体混合物，其中S-华法林是主要药效成分（占总活性70%）。研究［28］发现，CYP2C9是参与S-华法林灭活为6-羟基代谢物和7-羟基代谢物的最主要酶。CYP2C9基本不参与R-华法林的代谢，然而R-华法林是CYP2C9的抑制剂（Ki≈ 7μmol/L）［29］，其Ki值与S-华法林的Km相当，说明两种构型的华法林与CYP2C9的亲和力相当，这也是手性药物相互作用的一个例子。

CYP2C19的重要底物包括奥美拉唑、地西泮和氯胍（proguanil）等。

（3）CYP2D6

CYP2D6是人类唯一有活性的CYP2D亚族酶，具有普遍的基因多态性，是在研究异喹胍（debrisoquine）和司巴丁（sparteine）时，发现其具有基因多态性，也是CYP中第一个被发现有基因多态性的酶［30］［31］。根据对这两个药物代谢的不同，欧洲人群中大约5%～10%的个体不能形成主要代谢产物——4-羟基异喹胍和2-去羟司巴丁，这类人群被定义为慢代谢型（PMs）。

CYP2D6至少包含43个等位基因，故由其代谢的药物呈明显的代谢差异，可分为超快代谢型（UM）、快代谢型（EM）、中间代谢型（IM）和慢代谢型（PM）。7%～10%的白种人为慢代谢者，5%为超快代谢者，CYP2D6的基因多态性是增加药物副作用或治疗效果不佳的危险因素［32］。比如对于某些底物药物，CYP2D6多态性会产生不同的治疗后果：对PM患者，正常剂量的药物就可能导致严重的不良反应，或者降低药物疗效（例如，可待因在慢代谢型的个体无法产生镇痛作用，因为生成的吗啡水平极低）；对UM患者，正常剂量抗抑郁药物却可能导致治疗失败。CYP2D6体内活性随个体和种族的不同而有明显差异。如果给每一位患者都是标准剂量的药物，则会表现出明显的疗效和副作用的差异［33］，所以必须根据个体CYP2D6代谢类型个体化用药［34］。一般认为［35］，CYP2D6过度表达可保护个体及细胞免受药物的毒性作用，酶活性较低的慢代谢者相对危险较大。比如，慢代谢者在应用抗抑郁药时比快代谢者更易发生药物不良反应。但也有不同观点：有研究［36］发现，CYP2D6快代谢者和慢代谢者之间，药物不良反应的类型不同，而发生率并没有明显的差别。并认为，临床应用抗抑郁药治疗时，CYP2D6基因多态性与抗抑郁药疗效及副作用无关。

CYP2D6的底物比较多，包括抗心律失常药物、β-受体阻滞剂、三环类抗抑郁药物、选择性5-HT再摄取抑制剂（SSRIs）、阿片类、抗肿瘤药物和安非他明等。体内研究常用的探针药物有异喹胍、司巴丁、右美沙芬和美托洛尔。

与其他的P-450酶不同，CYP2D6不能被诸如安替比林、利福平或苯巴比妥等化学物质诱导［37］，但是代谢较快的妊娠期妇女，体内美托洛尔和右美沙芬的代谢轻度加快，提示CYP2D6可被生理性因素诱导［38］。

（4）CYP2E1

CYP2E1的大部分底物为前致癌物和前毒物，仅少部分为药物。CYP2E1活性个体差异明显，影响不同个体的药物治疗作用和不良反应。

CYP2E1可被乙醇诱导，以CYP2E1敏感底物氯唑沙宗为探针药物，研究［39］发现，与不嗜酒的普通患者相比，酗酒者氯唑沙宗体内清除加快，AUC明显降低。动物实验显示，乙醚、丙酮和吡啶等挥发性气体也是CYP2E1的诱导剂。

已经证实，CYP2E1的诱导是在转录后水平（如减少酶蛋白的降解等）进行的，诱导剂处理不能增加CYP2E1的mRNA。四氯化碳能与CYP2E1结合，促进CYP2E1-泛素复合物的形成，随后经泛素降解酶发生快速的蛋白降解，而CYP2E1诱导剂乙醇能够减少四氯化碳介导的酶蛋白水解［40］。研究还发现，CYP2E1磷酸化能促进其自身降解，乙醇等诱导剂能阻断cAMP依赖的CYP2E1中丝氨酸（Ser129）的磷酸化，抑制了蛋白降解［41］。

氯唑沙宗是CYP2E1的底物。90%氯唑沙宗在肝脏经CYP2E1代谢生成6-羟氯唑沙宗。氯唑沙宗是目前唯一对人体无害的CYP2E1体内探针药物，但口服剂量不能超过750mg，否则其羟化代谢的速度不再呈线性，不能反映CYP2E1的活性。CYP2E1抑制剂有保肝药马洛替酯（malotilate）和烯丙硫醇（allylmeracptan），另外，十字花科植物中的异硫氰酸苯乙酯（phenethylisothiocyanate，PEITC）也能降低CYP2E1活性。

（5）CYP3A

CYP3A基因亚族占人类肝脏全部P-450酶和小肠中P-450酶的30%，是机体最重要的一种P-450酶系。临床上约有60%的药物经由CYP3A代谢。人类CYP3A中有CYP3A4、CYP3A5和CYP3A7异构体，它们有84%的结构是同源的，但却有明显不同的代谢特性［42］。CYP3A亚族中CYP3A4含量最丰富，而且是人类药物代谢中最重要的酶，主要存在于肝脏和小肠中。CYP3A4的活性可被抑制或诱导［43］。

目前体内研究CYP3A4活性采用的探针药物包括硝苯地平、氢化可的松、红霉素、咪达唑仑和右美沙芬等。通过测定尿中6β-氢化可的松/可的松的比率，可以定量研究CYP3A的活性。咪达唑仑羟基化法也是研究体内CYP3A活性的最常用方法。红霉素呼吸实验（erythromycin breath test，ERMBT）也是研究CYP3A活性的重要方法：红霉素在体内主要经CYP3A发生N-去甲基化。利福平或地塞米松（CYP3A诱导剂）预处理能使示踪性14C-红霉素注射后，呼气中14CO2增多；而醋竹桃霉素（CYP3A抑制剂）处理后呼气中14CO2减少，可反映CYP3A被诱导或被抑制的现象。已经证实［44］，ERMBT法测定的CYP3A活性与经肝脏活检得到的酶蛋白活性高度一致。

常见的CYP3A自杀性抑制剂包括17α-炔类固醇类药物（如孕二烯酮和炔雌醇，米非司酮结构类似，但后者是否有不可逆抑制作用未见报道）、地拉夫定（delavirdine）和葡萄柚汁中6’，7’-双羟基佛手柑素（6’，7’-dihydroxybergamottin）。临床常见的CYP-450酶的底物、抑制剂和诱导剂见表2-6，表2-7，表2-8。

三、Ⅱ相结合酶介导的药物相互作用

1．尿苷二磷酸葡糖苷酸转移酶（UGT）

尿苷二磷酸葡糖苷酸转移酶（UDP-Glucuronosyltransferase，UGT）是许多内源性（类固醇、甲状腺激素、胆红素、短链脂肪酸和胆汁酸）和外源性物质（药物和环境毒物）在生物体内进行Ⅱ相生物转化最重要的一种酶，UGT以尿苷-5-二磷酸葡糖醛酸（UDP-GA）为糖基供应体，在-OH、-SH、-COOH、-NH2等基团上结合水溶性葡糖苷酸，从而利于代谢物随尿液、胆汁排出体外［45］。UGT广泛分布于机体的各种组织如肾脏、脑、皮肤、肠、脾、胸腺和心脏等，其中以肝脏中活性最高。

UGTs是一个超家族，根据克隆的cDNA序列的相似性，Burchell［46］建议将UGT分为两个大家族：①参与苯酚和胆红素代谢的UGT1家族，如UGT1A1、UGT1A2和UGT1A9等；②参与类固醇代谢的UGT2家族，如UGT2B1、UGT2B4和UGT2B28等。在人体中，UGT家族成员共享羧基端246个氨基酸残基，由第2、第3、第4和第5个外显子所编码，是不同同工酶与UDP-GA结合的区域。不同的同工酶氨基端构成不同，氨基端是与底物结合的部位，决定特定UGT同工酶的底物特性，它至少包含6个不同的外显子，编码六个不同的同工酶。哺乳动物的UGT2家族可分为UGT2A和UGT2B两个亚家族。到目前为止，人们发现UGT2A家族包括UGT2A1、2A2和2A3三种酶；UGT2B家族包括七种酶，能催化胆汁酸、类固醇、脂肪酸、苯酚和苯并芘等致癌物的代谢。人类UGT3家族包括两个成员，即UGT3A1和3A2。UGT3家族基因定位于人类5号染色体短臂1区3带，包含7个外显子。在基因序列上，UGT3家族与UGT1、UGT2和UGT8存在30%的相似性。人类UGT8家族仅包括一个基因，它位于4号染色体长臂2区6带，包含5个外显子。UGT8酶编码的蛋白为神经酰胺半乳糖转移酶［47］。

UGT的特点包括：①具有明显的组织特异性：UGT1A1、1A3、1A4、1A6、1A9和所有的UGT2B亚型均在肝内有表达，人类肠道中也显示有UGT1A1、1A6、1A8、1A10和UGT2B7表达；2A亚族成员主要在嗅上皮表达，而2B亚族则在肝微粒体内表达。②UGT表达存在个体差异：不同个体肝微粒体中UGT的活性可相差6～15倍，而肠内活性有10～100倍的差异［48］。③UGT活性随年龄而变化：胎儿出生前及刚出生后该酶活性极低甚至缺乏，出生后不久至青春期此酶活性几乎呈直线增长，直到成年才达到平稳状态，老年后又迅速下降。灰婴综合征就是因为婴幼儿肝脏合成UGT 功能不足，导致氯霉素的Ⅱ相结合和排泄受阻而引起［47］。④每种UGT有自己的最适底物：如甲状腺激素是UGT1A1的最适底物，儿茶酚类和石炭酸是UGT2B7的最适底物。

UGT可被诱导，也存在基因多态性。当UGT突变导致活性降低或者丧失后，将产生有害甚至致命性的后果，如参与血清胆红素结合反应的UGT1A1基因改变会导致Crigler-Najjar和Gilbert综合征的发生［49］；某些UGT参与前致癌物质的代谢，基因突变可能增加癌症的发生率。

UGT既存在底物水平的竞争，也存在底物重叠特性和底物特异性，如4-硝基苯酚至少是三种UGT同工酶的底物，而临床使用的手性药物，葡糖苷酸能选择性地与其中一种对映体结合，如10-羟基去甲替林的（+）-对映体仅与人肝微粒体中的UDPGA结合，而（-）-对映体则仅在十二指肠的微粒中发生结合反应。这同时说明，UGT对底物不仅具有立体选择性，也可能具有器官特异性。

（1）核受体对UGT的诱导

一般来说，核受体对UGT的转录调控分为3个步骤：①配体（生理性物质、药物或环境毒素）进入细胞后与核受体结合，核受体分子构象变化，由无活性型转变为有活性型；②激活的核受体在细胞核内与RXR形成二聚体；③二聚体结合到靶基因UGT启动子的外源化合物反应元件（xenobiotic response elements，XRE）上发挥转录调节作用。

PXR对UGT的转录调节

人类PXR有3种主要异构体：T1（野生型）、T2（N-末端有39个额外氨基酸）和T3（由选择性剪切造成内部缺少37个氨基酸）。UGT1A的转录可通过T1和T2上调［46］。UGT1A3、UGT1A4、UGT1A6、UGT1A9亚型已被确认是hPXR新的靶基因。但实验条件下UGT2B对PXR无反应［50］。研究发现，直接重复序列（DR-3）样的核受体反应元件（GGTTCATAAAGGGTA）是PXR转录活性必需。PXR/RXR异二聚体能结合在这个元件上，而CAR/RXR二聚体也能结合在相同的位点，提示CAR能和PXR共用DR-3元件［51］。利福平作为UGT的诱导剂，通过激活PXR和CAR，促进UGT表达，促进胆固醇和胆红素等底物的代谢；苯巴比妥和利福平已被用于经验性地治疗高胆红素血症，就是利用了这一机制。

注：RXR：视黄醛X受体（retinoid X receptor），CAR：结构型雄烷受体（constitutive androstane receptor）见（CYP-450酶的诱导）。

CAR对UGT的转录调节

CAR结构与功能和PXR接近但比PXR简单，主要在肝脏中表达，在肠道中呈低水平表达。研究发现［52］［53］，静息状态的CAR存在于胞浆中，当细胞接触苯巴比妥或苯巴比妥样诱导剂后，通过去磷酸化调节使CAR转位至细胞核，CAR和RXR形成异二聚体，结合到专门的DNA位点-反应元件（response elements，REs），即苯巴比妥反应增强子（PBREMs），调节细胞核相应UGT的转录过程，这一过程与前述的CYP2B基因表达调控相似。PXR和CAR在基因调节功能上有重叠，如PXR和CAR都能调控UGT1A1的表达［54］，这种交互调节的机制是因为PXR和CAR之间拥有共同的反应元件［55］［56］。研究［51］发现，激活CAR能提高肝脏中与胆红素代谢相关基因的表达，包括UGT1A1，而CAR基因敲除小鼠中没有这种诱导作用。

PPAR对UGT的转录调节

PPAR包括PPAR-α、PPAR-β和PPAR-γ三种亚型。PPAR-α在肝脏、肌肉、肾脏和心脏中高度表达。在这些组织中，PPAR-α能刺激脂肪酸的β-氧化降解。PPAR-γ在脂肪组织中显著表达，可促进脂肪细胞分化和脂肪储存。这3种亚型都表达于免疫细胞中，在调节糖尿病及肥胖患者的代谢、细胞周期调控、癌基因、炎症及动脉粥样硬化形成中起作用［57］［58］。

最近研究发现，UGT1A9是PPAR-α和PPAR-γ的靶基因。用PPAR-α和PPAR-γ的激动剂处理人肝细胞和巨噬细胞会促进UGT1A9的表达，增强其活性。已经在UGT1A9启动子的719～706位点上发现了一个PPAR反应元件［59］。在配体激活的基础上，PPARs通过与RXR形成异二聚体，结合在靶基因调控区的PPAR反应元件（PPREs）上，调节UGT1A9基因转录。

其他核受体对UGT的转录调节

2006年Verreault等［60］研究发现，在人肝细胞及转入人UGT1A基因的小鼠体内，LXR-α的激动剂均能上调UGT1A3的表达及活性。另外，他们在UGT1A3的启动子区发现了功能性LXR反应元件（LXRE）。

2005年有研究［61］报道，在Caco-2细胞中，hFXR的天然配体鹅去氧胆酸及石胆酸均能下调UGT2B7的表达。进一步通过定点突变及EMSA分析，发现了hFXR在UGT2B7启动子2148～2134 bp的负调节元件。

肝细胞核因子-1（HNF-1）、芳烃受体（AHR）、Nrf2（nuclear factor-related factor 2）等也参与UGT基因转录调节。研究表明，HNF-1α对UGT1A1、1A7、2B7、4B4等存在广泛的调节作用，并在这些基因上发现了HNF-1α的结合位点［62］。此前研究显示，AHR能上调CYP-450酶的表达，随后发现它也能上调UGT1A1、1A6等酶的表达，并在啮齿动物UGT1A1基因上发现了可与AHR结合的“TGCGTG”型反应元件［63］。另有研究［64］表明，Nrf2能上调多种UGT1A及UGT2B活性，而且越来越多的研究提示AHR和Nrf2之间存在某种联系，如Nrf2的激动剂可以激活AHR，反之亦然，它们还都能调节UGT1A6和1A7［65］。

另外，CAAT2增强子结合蛋白（CAAT-enhancerbinding protein）和八聚体转录因子-1（Octamer Transcription Factor-1）对UGT在组织和器官中的水平也起调节作用。

（2）UGT1A基因多态性

人类UGT1A基因位于2号染色体长臂3区7带，全长200kb［64］。UGT1A酶蛋白羧基部分含有UDP-GA结合位点辅因子，由4个外显子编码的246个氨基酸残端组成的保守序列。酶蛋白氨基端是与底物结合的部位，有285个氨基酸残基，决定了UGT1底物特异性［66］。近年来人们发现，UGT1A有基因多态性，并且这种多态性有种族差异。

UGT1A1是胆红素和疏水性糖苷配糖基物的解毒酶，能代谢雌二醇、2-羟雌酮、2-羟雌二醇、4-硝基酚、α-萘胺和类黄酮［67］。其中胆红素是UGT1A1的天然底物，UGT1A1基因突变会导致遗传性非结合型高胆红素血症，包括Crigler-Najjar综合征Ⅰ型、Ⅱ型和Gilbert综合征。有研究［68］在Gilbert综合征患者中发现了两个突变位点：G71R和TATA盒的突变［A（TA）7 TAA］。

G71R突变使UGT1A1的活性下降70%，是新生儿高胆红素血症的高危因素。其突变频率在东亚人群（黄色人种）中为16%～26%，而白色人种和黑色人种中没有发现这一突变，这可能是新生儿高胆红素血症在东亚人中发病率高的原因之一。

野生型TATA盒有6个重复TA：A（TA）6TAA，突变型是插入了一个TA：A（TA）7 TAA，学者把A（TA）7TAA突变命名为UGT1A1328，突变使UGT1A1的转录活性下降了2/3。UGT1A1 3 28的突变频率为0.5%～23%，黄色人种的突变频率比白色人种和黑色人种低。抗癌药伊立替康（irinotecan）的活性代谢产物是SN-38，SN-38主要由UGT1A1、UGT1A7和UGT1A9代谢生成SN-38G从胆汁中排出。Paoluzzi等［69］发现，野生型SN-38G与SN-38的AUC之比是7，杂合子是6.26，突变纯合子是2.51。在突变纯合子患者体内，游离型的SN-38持续增加，从而更容易产生毒副作用。

UGT1A1的突变可影响β-雌二醇的代谢，从而成为乳腺癌的危险因素。在中国台湾，P229Q突变（UGT1A1327）频率是2.8%。在日本，Crigler-Najjar综合征的患者Y486D突变（命名为UGT1A13 7）的发生率很高。

UGT1A6

UGT1A6蛋白由531个氨基酸组成，主要在肝脏、胆道、结肠、胃和脑中表达，催化葡萄醛酸化分子量小的酚类和胺类，包括对乙酰氨基酚、β-受体阻滞剂和水杨酸盐。Ciotti等［70］发现UGT1A6基因有两个突变点：T181A和R184S，被命名为UGT1A632。白色人种UGT1A632的突变频率为30%。UGT1A6 3 2对酚类物质如4-羟基香豆素、丁化羟基苯甲醚等的代谢能力是野生型27%～75%，对其他药物如3-甲基多巴、水杨酸等的代谢能力是野生型的41%～74%，对β-受体阻滞剂代谢能力是野生型的28%～69%。因此，UGT1A6基因多态性有助于解释药物反应和毒副作用的个体差异。

UGT1A7

主要在肝外，如食管、胃肠道和胆管表达，催化酚类物质如α-萘酚、4-硝基酚和香豆素类以及苯、芘等致癌物。因而，UGT1A7能防止致癌物对胃肠道的侵犯［71］。研究发现，UGT1A7基因的第一外显子编码区有6个点突变，分别是C33A（无氨基酸改变）、T387G（N129K）、C391A（R131K）、G392A（R131K）、T622C（W208R）和G756A（无氨基酸改变），这6个点突变命名为UGT1A731、UGT1A732、UGT1A733和UGT1A734。白色人种等位基因的突变频率分别为35.8%、26.4%、36.1%和1.7%，而非裔美国人等位基因频率分别为38%、39%、23%和1%［72］。UGT1A733的活性比野生型UGT1A731和UGT1A732、UGT1A734都要低。

UGT1A8

在肝外如食管、小肠和结肠表达，其底物包括香豆素、蒽醌、类黄酮、酚类物质、儿茶酚、雌激素和某些致癌物［73］。目前研究［74］发现了3种UGT1A8的突变：C518G（A173G）、A830G（C277Y）和A756G（沉默突变），命名为UGT1A831、UGT1A832和UGT1A833，其等位基因的频率分别是55.1%、14.5%和2.2%。体外实验发现UGT1A831和1A832突变几乎不影响其功能，而UGT1A833突变导致活性消失［73］。霉酚酸酯活性代谢产物是麦考酚酸（MPA），MPA在肝中主要由UGT1A9代谢生成麦考酚酸-7-O-葡糖苷酸（MPAG）而失活，研究却发现，UGT1A833能显著影响MPA代谢生成MPAG，考虑到UGT1A8主要在肝外表达，推测UGT1A833可能与霉酚酸酯在胃肠道中的代谢（形成MPA）受阻有关［75］。

UGT1A9

在肝、肾、肠道等部位表达，代谢内源性的雌激素、甲状腺激素以及外源性的化学物质和药物，如对乙酰氨基酚、异丙酚和普萘洛尔等［76］。目前为止发现了4个突变位点：UGT1A932（C3Y）、UGT1A933（M33T）、UGT1A934（Y242X）和GT1A935（D256N）。黄色人种、白色人种和黑色人种UGT1A932的等位基因频率分别为60%、39%和44%。研究［75］发现，UGT1A933明显影响了MPA代谢生成MPAG的过程。

UGT1A10

主要在肝外如胃肠黏膜表达，代谢底物包括麦考酚酸、11-羟基苯芘、12-羟基苯芘、二氢睾酮、P-硝基酚、香豆素、类黄酮和蒽醌等［73］。Saeki等［77］在24个日本癌症病人中发现了UGT1A10三个单核苷酸多态性：A177G（M59 I）、T605C（T202 I）和T693C（无氨基酸改变）。Jinno等［78］发现，M59 I和T202 I在日本人中的突变频率很低，T202 I对雌激素的代谢能力是野生型的一半，因此，T202 I突变可能会对某些药物和致癌物的代谢产生影响。

2．谷胱甘肽S-转硫酶（glutatione S-transferases，GSTs）

GST最早由Booth和他的同事发现，此后发现了胞浆中5种GST，被命名为α、μ、π、θ和δ。微粒体中也发现了3种GSTs，但胞浆和微粒体中的GST没有同源性，可能来源于不同的进化途径。Mannervik等［79］建议用罗马单词的首字母表示GST亚族，其中A代表α，M代表μ，P代表π，T代表θ，Z代表δ，然后用阿拉伯数字表示亚单位的不同，等位基因用字母表示，如GSTM1a-1a。同时建议用h或r或m前缀分别表示不同来源（人，大鼠，小鼠）的GSTs。GST的表达具有组织特异性，见表2-9。

研究发现，抱子甘蓝（brussels sprouts）含有大量的异硫氰酸丙烯酯（allyl isothiocyanates）和甲状腺肿素（goitrin），这两种成分都已经证实是啮齿类动物GST诱导剂。Peter和Van Bladeren给予健康受试者服用300g抱子甘蓝共3周，然后测定血浆中GSTA水平，发现升高了1.4倍［80］，而且GSTA的升高是由于重新合成（de novo synthesis）的GST蛋白的增加，而不是由于肝脏毒性导致释放增多引起。对受试者服用抱子甘蓝1周后行直肠活检发现，与对照组相比，GSTA升高1.3倍［81］。

Morel等［82］将人肝脏原代细胞与不同的化学物质共孵育，发现奥替普拉（oltipraz）和硫糖苷水解物（dithiolthiones 1，2-dithiol-3-thione）能显著升高GSTA1或GSTA2活性，某些供体肝脏细胞GSTM1的mRNA也中度升高。苯巴比妥和3-甲胆蒽（3-methylcholanthrene）也能升高GSTA水平，但不是对所有的个体都有作用，而且作用强度弱于硫糖苷水解物。所有的这些诱导剂都没有影响GSTP1的水平。

研究还发现，GST的活性与肿瘤细胞的耐药有关，如乳腺癌细胞系VCREMS中耐药的根源是GSTP1-1水平的上调［83］。因此增加肿瘤细胞对化疗药物的敏感性，可以通过给予GST抑制剂的方法实现。体外研究显示，依他尼酸（Ethacrynic acid）［84］、马勃菌酸（calvatic acid）［85］和双硫仑（disul fi ram）［86］具有GST抑制作用，但是缺乏酶选择性。目前应用于临床的GST 抑制剂只有利尿药依他尼酸。

研究证实，人hGSTM1、hGSTM3、hGSTT1和hGSTP1具有基因多态性。由于这些酶参与大量的毒物或前致癌物质的解毒（表2-10），因此GST的基因多态性与多种肿瘤的发生有关，如hGSTM1的基因突变与肺癌、膀胱癌、胃癌、结肠癌等相关。表2-11列出了不同种族中hGSTM1等位基因缺失（无酶活性）的发生率。

3．硫酸转移酶（sulfotransferase，SULT）和甲基转移酶（methyltransferase，MT）

根据硫酸转移酶命名国际工作组（International Workshop on Sulfotransferase Enzyme Nomenclature）的建议，硫酸转移酶的缩写为SULT。SULTs和MTs在很多地方有相同的属性：①多数是胞浆酶；②催化活性都依赖ATP与供体的结合体，如SULT的供体为PAPS（3’-磷酸腺苷5’-磷酸硫酸），而MT的供体为SAM（S-腺苷蛋氨酸）；③供体的代谢物如PAP和S -腺苷高半胱氨酸都是酶的抑制剂；④两种酶都参与外源性物质（药物）和内源性物质（神经递质和激素）的代谢，见表2-12。但是两种酶也存在不同：多数SULT是二聚体酶，MT为单聚体；SULT 的转化产物水溶性增强，而MT 的转化物水溶性降低。

关于SULT和MT的基因多态性、酶诱导和抑制的研究较少，临床对这两个酶介导的药物相互作用了解也很少，有待于进一步的探索。

参考文献

1. Rushworth GF，Megson IL.Existing and potential therapeutic uses for N-acetylcysteine：the need for conversion to intracellular glutathione for antioxidant benef i ts.Pharmacol Ther，2014，141（2）：150-159.

2. Gray T，Hoffman RS，Bateman DN.Intravenous paracetamol-an international perspective of toxicity.Clin Toxicol，2011，49，150-152.

3. Wendel A，Cikryt P.The level and half-life of glutathione in human plasma.FEBS Lett，1980，120（2）：209-211.

4. Nelson DR，Koymans L，Kamtaki T，et al.P450 superfamily：update on new sequences，gene mapping，accession numbers and nomenclature.Pharmacogenetics，1996，6（1）：1-42.

5. Venkatakrishnan K，Von MLL，Greenblatt DJ.Human drug metabolism and the cytochromes P-450：application and relevance of in vitro models.J Clin Pharmacol，2001，41（11）：1149-1179.

6. Bartkowski RR，Goldberg ME，Larijani GE，et al.Inhibition of alfentanil metabolism by erythromycin.Clin Pharmacol Ther，1989，46（1）：99-102.

7. Ludden TM.Pharmacokinetic interaction of the macrolide antibiotics.Clin Pharmacokinet，1985，10（1）：63-79.

8. Yee GC，McGuire TR.Pharmacokinetic drug interactions with cyclosporine（part I）.Clin Pharmacokinet，1990，19（4）：319-332.

9. Guengerich FP.Mechanism-based inactivation of human liver cytochrome P450 Ⅲ A4 by gestodene.Chem.Res Toxicol，1990，3（4）：363-371.

10. Clinical Drug Interaction Studies-Study Design，Data Analysis，and Clinical Implications Guidance for Industry（2017）.<www.fda.gov/downloads/drugs/guidancecomplianceregulatoryinformation/guidances/ucm292362.pdf>.Accessed 20 Nov 2018.

11. Sogawa K，Fujii-Kuriyama Y.Ah receptor，a novel ligand activated transcription factor.J Biochem，1997，122（6）：1075-1079.

12. Ekins S，Mirny L，Schuetz EG.A ligand-based approach to understanding selectivity of nuclear hormone receptors PXR，CAR，FXR，LXRα，and LXRβ.Pharm Res，2002，19（12）：1788-1800.

13. Masuyama H，Hiramatsu Y，Mizutani Y，et al.The expression of pregnane X receptor and its target gene，cytochrome P4503A1，in perinatal mouse.Mol Cell Endocrinol，2001，172（1-2）：47-56.

14. Willson TM，Kliewer SA.PXR，CAR and drug metabolism.Nat Rev Drug Discov，2002，1（4）：259-266.

15. Moore LB，Goodwin B，Jone’s SA，et al.St.John’s wort induces hepatic drug metabolism through activation of the pregnane X receptor.Proc Natl Acad Sci USA，2000，97（13）：7500-7502.

16. Hariparsad N，Nallani SC，Sane RS，et al.Induction of CYP3A4 by efavirenz in primary human hepatocytes：comparison with rifampin and phenobarbital.J Clin Pharmacol.2004，44（11）：1273-1281.

17. 付良青，吴德政.细胞色素P450 2D6的研究进展.中国临床药理学杂志，2000，16（6）：453-457.

18. Sxhweikl H，Taylor JA，Kitareewan S，et al.Expression of CYP1A1 and CYP1A2 genes in human liver.Pharmacogenetics，1993，3（5）：239-249.

19. Butler MA，Iwasaki M，Guengerich FP，et al.Human cytochrome P4501A（P4501A2），the phenacetin O-deethylase，is primarily responsible for the hepatic 3-demethylation of acffeine and N-oxidation of carcinogenic arylamines.Proc Natl Acad Sci USA，1989，86（20）：7696-7700.

20. De M-SM，Wilkinson GR，Blaisdell J，et al.The major genetic defect responsible for the polymorphism of S-mephenytoin metabolism in humans.J Biol Chem，1994，269（22）：15419-15422.

21. De M-SM，Wilkinson GR，Blaisdell J，et al.Identification of a new genetic defect responsible for the polymorphism of S-mephenytoin metabolism in Japanese.Mol Pharmacol，1994，46（4）：594-598.

22. Wang SL，Huang J，Lai MD，et al.Detection of CYP2C9 polymorphism based on the polymerase chain reaction in Chinese.Pharmacogenetics，1995，5（1）：37-42.

23. Spielberg S，Mc Crea J，Cribb A，et al.A mutation in CYP2C9 is responsible for decreased metabolism of loasrtan.Clin Pharmacol Ther，1996，59（2）：215.

24. Kivisto KT，Kroemer HK.Use of probe drugs as predictors of drug metabolism in humans.J Clin Pharmacol，1997，37（Suppl 1）：40-48.

25. Kunze KL，Trager WF.Isoform-selective mechanism based inhibition of human cytochrome P4501A2 by furafylline.Chem Res Toxicol，1993，6（5）：649-656.

26. Clarke SE，Ayrton AD，Chenery RJ.Characterization of the inhibition of CYP1A2 by furafylline.Xenobiotica，1994，24（6）：517-526.

27. Schwarz UI.Clinical relevance of genetic polymorphisms in the human CYP2C9 gene.Eur J Clin Invest，2003，33（Suppl2）：23-30.

28. Rettie AE，Korzekwa KR，Kunez KL，et al.Hydroxylation of warfarin by human cDNA-expressed cytochrome P-450：a role for P-4502C9 in the etiology of（S）-wafarin-drug interactions.Chen Res Toxicol，1992，5（1）：54-59.

29. Kunze KL，Eddy AC，Gibaldi M，et al.Metabolic enantiomeric interactions：the inhibition of human（S）-wafarin-7-hydroxylase by（R）-warfaf i n.CHirality，1991，3（1）：24-29.

30. Mahgoub A，Idle JR，Dring LG，et al.Polymorphic hydroxylation of debrisoquine in man.Lancet，1977，2（8038）：584-586.

31. Eichelbaum M，Steincke B，Spannbrucker N，et al.Defective N-oxidation of sparteine in man：a new pharmacogenetic defect.Eur J Clin Pharmacol，1979，16（3）：183-187.

32. Charlier C，Broly F，Lhermitte M，et al.Polymorphisms in the CYP2D6 gene：association with plasma concentrations of fl uoxetine and paroxetine.Ther Drug Monit，2003，25（6）：738-742.

33. Schaeffeler E，Schwab M，EichelbaumM，et al.CYP2D6 genotyping strategy based on gene copy number determination by TaqMan real-time PCR.Hum Mutat，2003，22（6）：476-485.

34. Kitada M.Genetic polymorphism of cytochrome P450 enzymes in Asian populations：focus on CYP2D6.Int J Clin Pharmacol Res，2003，23（1）：31-35.

35. Matoh N，Tanaka S，Takehashi M，et al.Overexpression of CYP2D6 attenuates the toxicity of MPP+ in actively dividing and differentiated PC12 cells.Gene Expr，2003，11（3-4）：117-124.

36. Roberts RL，Mulder RT，Joyce PR，et al.No evidence of increased adverse drug reactions in cytochrome P450 CYP2D6 poor metabolizers treated with fl uoxetine or nortriptyline.Hum Psychopharmacol，2004，19（1）：17-23.

37. Eichelbaum M，Mineshita S，Ohnhaus EE，et al.The inf l uence of enzyme induction on polymorphic sparteine oxidation.Br J Clin Pharmacol，1986，22（1）：49-53.

38. Hogstedt S，Lindberg B，Rane A.Increased oral clearance of metoprolol in pregnancy.Eur J Clin Pharmacol，1983，24（2）：217-220.

39. Raucy JL，Schulz ED，Wester MR，et al.Human lymphocyte cytochrome P450 2E1：a putative marker for alcohol-mediated changes in hepatic chlorzoxazone activity.Drug Metab Dispo，1997，25（12）：1429-1435.

40. Tierney DJ，Haas AL，Koop DR.Degradation of cytochrome P450 2E1：selective loss after labilization of the enzyme.Arch Biochem Biophys，1992，293（1）：9-16.

41. Lieber CS.Cytochrome P4502E1：its physiological and pathyological role.Physiol Rev 1997，77（2）：517-544.

42. Juan A，Carrillo，Sara I，Agundez JA，et al.Analysis of midazolam and metabolites in plasma by high-performance liquid chromatography：probe of CYP3A.Ther Drug Monit，1998，20（3）：319-324.

43. Torimoto N，Ishii I，Hata M，et al.Direct interaction between substrates and endogenous steroids in the active site may change the activity of cytochrome P450 3A4.Biochemistry，2003，42（51）：15068-15077.

44. Lown K，Kolars J，Turgeon K，et al.The erythromycin breath test selectively measure P450ⅢA in patients with severe liver disease.Clin Pharmacol Ther，1992，51（3）_：229-238.

45. Radominska-Pandya A，Czernik PJ，Little JM，et al.Structural and functional studies of UDP-glucuronosylferase.Drug Metab Rev，1999，31（4）：817-899.

46. Burchell B，Nebert DW，Nelson DR，et al.The UDP-glucuronosyltranoferases gene superfamily，suggested nomenclature based on evolutionary divergene.DNA Cell Biol，1991，10（7）：487-494.

47. Mackenzie PI，Owens IS，Burchell B，et al.The UDP glycosyltransferase gene superfamily：recommended nomenclature update based on evolutionary divergence.Pharmacogenetics，1997，7（4）：255-269.

48. Heydel J，Leclerc S，Bernard P，et al.Rat olfactory bulb and epithelium UDP-glucuronosyltransferase 2A1（UGT2A1）expression：in situ mRNA localization and quantitative analysis.Brain Res Mol Brain Res.2001，90（1）：83-92.

49. Wildt SN，Kearms GL，Leeder J S，et al.Glucuronidation in humans.Pharmacogenetic and developmental aspects.Clin Pharmacokinet，1999，36（6）：439-452.

50. Chen C，Staudinger JL，Klaassen CD.Nuclear receptor，pregname X receptor，is required for induction of UDP-glucuronosyltranferases in mouse liver by pregnenolone-16 alpha-carbonitrile.Drug Metab Dispos.2003，31（7）：908-915.

51. Huang W，Zhang J，Chua SS，et al.Induction of bilirubin clearance by the constitutive androstane receptor（CAR）.Proc Natl Acad Sci U S A.2003，100（7）：4156-4161.

52. Choi HS，Chung M，Tzameli I，et al.Differential transactivation by two isoforms of the orphan nuclear hormone receptor CAR.J Biol Chem.1997，272（38）：23565-23571.

53. Sugatani J，Kojima H，Ueda A，et al.The phenobarbital response enhancer module in the human bilirubin UDP-glucuronosyltransferase UGT1A1 gene and regulation by the nuclear receptor CAR.Hepatology，2001，33（5）：1232-1238.

54. Xie W，Yeuh MF，Radominska-Pandya A，et al.Control of steroid，heme，and carcinogen metabolism by nuclear pregnane X receptor and constitutive androstane receptor.Proc Natl Acad Sci USA，2003，100（7）：4150-4155.

55. Xie W，Barwick JL，Simon CM，et al.Reciprocal activation of xenobiotic response genes by nuclear receptors SXR/PXR and CAR.Genes Dev，2000，14（23）：3014-3023.

56. Wei P，Zhang J，Dowhan DH，et al.Speci fi c and overlapping functions of the nuclear hormone receptors CAR and PXR in xenobiotic response.Pharmacogenomics J，2002，2（2）：117-126.

57. Delerive P，Fruchart JC，Staels B.Peroxisome proliferator-activated receptors in in fl ammation control.J Endocrinol，2001，169（3）：453-459.

58. Chinetti G，Lestavel S，Bocher V，et al.PPAR-alpha and PPAR-gamma activators induce cholesterol removal from human macrophage foam cells through stimulation of the ABCA1 pathway.Nat Med，2001，7（1）：53-58.

59. Barbier O，Villeneuve L，Bocher V，et al.The UDP-glucuronosyltransferase 1A9 enzyme is a peroxisome proliferator-activated receptor alpha and gamma target gene.J Biol Chem，2003，278（16）：13975-13983.

60. Verreault M，Senekeo-Effenberger K，Trottier J，et al.The liver X-receptor alpha controls hepatic expression of the human bile acid-glucuronidating UGT1A3 enzyme in human cells and transgenic mice.Hepatology，2006，44（2）：368-378.

61. Lu Y，Heydel JM，Li X，et al.Lithocholic acid decreases expression of UGT2B7 in Caco-2 cells：a potential role for a negative farnesoid X receptor response element.Drug Metab Dispos，2005，33（7）：937-946.

62. Gregory PA，Lewinsky RH，Gardner-Stephen DA，et al.Coordinate regulation of the human UDP-glucuronosyltransferase 1A8，1A9，and 1A10 genes by epatocyte nuclear factor 1 and the caudal-related homeodomain protein 2.Mol Pharmacol，2004，65（4）：953-963.

63. Zhou J，Zhang J，Xie W.Xenobiotic nuclear receptor-mediated regulation of UDP-glucuronosyltransferases.Curr Drug Metab，2005，6（4）：289-298.

64. Yang XY，Zhao WP，Li YQ，et al.The role of NF-E2-related factor 2 in the induction of uridine 5'-diphosphate-glucuronosyltransferase 1A and its isoforms by epigallocatechin gallate in colon cancer cells.Zhonghua Yi Xue Za Zhi，2006，86（2）：82-87.

65. Shelby MK，Klaassen CD.Induction of rat UDP-glucuronosyltransferases in liver and duodenum by microsomal enzyme inducers that activate various transcriptional pathways.Drug Metab Dispos，2006，34（10）：1772-1778.

66. Mackenziea P I，WalterBock K，Burchellc B，et al.Nomen-clature update for the mammalian UDP glycosyltransferase（UGT）gene superfamily.Pharmacogenet Genomics，2005，15（10）：677-685.

67. Maruo Y，IwaiM，Mori A，et al.Polymorphism of UDP-Glucuronosyltransferase and DrugMetabolism.Current Drug Metabolism，2005，6（2）：91-99.

68. Sava M，Kraemer DM.Heterozygous G71R-mutation causing Gilbert's syndrome in one of 103 random persons of German descent.J Hepatol，2005，42（5）：778-779.

69. Paoluzzi L，Singh AS，Price DK，et al.In fl uence of genetic variants in UGT1A1 and UGT1A9 on the in vivo glucuronidation of SN-38.J Clin Pharmacol，2004，44（8）：854-860.

70. Ciotti M，Marrone A，Potter C，et al.Genetic polymorphism in the human UGT1A6（planar phenol）UDP-glucuronosyltransferase：pharmacological implications.Pharmacogenetics，1997，7（6）：485-495.

71. Guillemette C，Ritter JK，AuyeyngDJ，et al.Structural heterogeneity at the UDP-glucuronosyltransferase 1 locus：functional consequences of three novel missense mutations in the human UGT1A7 gene.Pharmacogenetics，2000，10（7）：629-644.

72. Strassburg CP，Vogel A，Kneip S，et al.Polymorphisms of the human UDP-glucuronosyltransferase（UGT）1A7 gene in colorectal cancer.Gut，2002，50（6）：851-856.

73. Cheng Z，Radominska-Pandya A.Tephly TR.Studies on the substrate specificity of human intestinal UDP-glucuronosyltransferases 1A8 and 1A10.Drug Metab Disps，1999，27（10）：1165-1170.

74. Huang YH，Galijatovic A，Nguyen N，et al.Identif i cation and functional characterization of UDP-glucuronosyltransferases UGT1A831，UGT1A832 and UGT1A833.Pharmacogenetics，2002，12（4）：287-297.

75. Bernard O，Guillemette C.The main role of UGT1A9 in the hepatic metabolism of mycophenolic acid and the effects of naturally occurring variants.Drug Metab Dispos，2004，32（8）：775-778.

76. Girard H，Villeneuve L，Michael H，et al.The novel UGT1A9 intronic I399 polymorphism appears as a predictor of SN-38 glucuronidation levels in the liver.Drug Metab Disps，2006，34（7）：1220-1228.

77. Saeki M，Ozawa S，Saito Y，et al.Three novel single nucleotide polymorphisms in UGT1A10.Drug Metab Pharmacokinet，2002，17（5）：488-490.

78. Jinno H，Saeki M，Tanaka-Kagawa T，et al.Functional characterization of wild-type and variant（T202I and M59I）human UDP-glucuronosyltransferase 1A10.Drug Metab Dispos，2003，31（5）：528-532.

79. Mannervik B，Awasthi YC，Board PG，et al.Nomenclature for human glutathione transferases.Biochem J，1992，282（pt1）：305-306.

80. Bogaards JJ，Verhagen H，Willems MI，et al.consumption of Brussels sprouts results in elevated alpha-class glutathione S-transferase levels in human blood plasma.Carcinogenesis，1994，15（5）：1073-1075.

81. Nijhoff WA，Grubben MJ，Nagengast FM，et al.effects of consumption of Brussels sprouts on intestinal and lymphocytic glutathione S-transferased in humans.Carcinogenesis，1995，16（9）：2125-2128.

82. Morel F，Fardel O，Meyer DJ，et al.Preferential increase of glutathione S-transferase class alpha transcripts in cultured human hepatocytes by Phenobarbital，3-methylcholanthrene，and dithiolethiones.Cancer Res.1993，53（2）：231-234.

83. Moffat GJ，McLaren AW，Wolf KH.Involvement of Jun and Fos proteins in regulating transcriptional activation of the human pi class glutathione S-transferase gene in multidrug-resistant MCF7 breast cancer cells.J Biol Chem，1994，269（23）：16397-16402.

84. Ploemen JH，van Ommen B，van Blderen PJ.Inhibition of rat and human glutathione S-transferase isoenzymes by ethacrynic acid and its glutathione conjugate.Biochem Pharmacol，1990，40（7）：1631-1635.

85. Antonini G，Pitari G，Caccuri AM，et al.inhibition of human placenta glutathione trnsferase P1-1by the antibiotic calvatic acid and its diazocyanide analogue-evidence for multiple catalytic intermediates.Eur J Biochem，1997，245（3）：663-667.

86. Ploemen JP，van lersel ML，Wormhoudt LW，et al.In vitro inhibition of rat and human glutathione S-transferase isoenzymes by disulf i ram and diethyldithiocarbamate.Biochem Pharmcol，1996，52（2）：197-204.